На правах рукописи Дергунова Марина Александровна
Структурно-функциональные изменения лизосом печени при стимуляции и депрессии системы мононуклеарных фагоцитов 03.00.04 – биохимия 14.00.16 – патологическая физиология
АВТОРЕФЕРАТ
диссертации на соискание ученой степени
кандидата медицинских наук
Новосибирск - 2006
Работа выполнена в Государственном учреждении Научно-исследовательском институте физиологии Сибирского отделения Российской академии медицинских наук
Научный руководитель:
доктор медицинских наук,
профессор Короленко Татьяна Александровна
Официальные оппоненты:
доктор биологических наук Усынин Иван Федорович
Доктор медицинских наук,
профессор Цырендоржиев Дондок Дамдинович
Ведущая организация:
Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии медицинских наук, г. Новосибирск
Защита состоится 21 декабря 2006 г. в 10 час. на заседании диссертационного совета Д 001.034.01 при Государственном учреждении Научно-исследовательском институте биохимии Сибирского отделения Российской академии медицинских наук (630117, г. Новосибирск, ул. Академика Тимакова, 2).
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Государственного учреждения Научно-исследовательского института биохимии Сибирского отделения Российской академии медицинских наук (630117, г. Новосибирск, ул. Академика Тимакова, 2).
Автореферат разослан 20 ноября 2006 г.
Ученый секретарь диссертационного совета,
кандидат биологических наук Г.С.Русских
Общая характеристика работы
Актуальность темы.
Одной из важных задач в изучении активации макрофагов является оценка состояния популяции и управления их поведением. Разрабатываемые иммуномодуляторы активно используются в качестве эффективного инструмента раскрытия механизмов иммуногенеза. Изменение активности СМФ после предварительной стимуляции полисахаридами дрожжевого и бактериального происхождения связано не только
с активацией поглотительной и переваривающей функции макрофагов, но и секрецией макрофагами простагландинов, усиливающих микроциркуляцию, факторов стимулирующих гранулоцито- и эритропоэз, синтез фибронектина, компонентов комплемента, а также факторов естественной резистентности, таких как интерлейкин 1, интерферон α, β (Маянский Д.Н. с соавт., 1990; Kogan et al., 2004). Показана депрессия поглотительной функции макрофагов печени и протективное действие предварительной стимуляции СМФ зимозаном. Стимуляция зимозаном открыла новые возможности для лекарственного воздействия по управлению функционирования клеток СМФ при их депрессии. Однако, водонерастворимость зимозана и ряда других гликанов ограничивала их применение как стимуляторов макрофагов.
В связи с вышеизложенным представляется актуальным исследование стимуляции СМФ новыми водорастворимыми соединениями, лишенными неблагоприятных особенностей действия водонерастворимых, связанных с формированием гранулематозных очагов, активацией неуправляемой пролиферации клеток, развитием внутрилизосомного накопления за счет усиления захвата и подавления деградации биополимеров.
Модификаторы биологического ответа представляют большой интерес для клинической и экспериментальной медицины. Перспективно их использование в онкологии, хирургии, и других областях медицины,
при лечении различных воспалительных заболеваний (инфекционной, паразитарной природы).
Последние годы разработана модель селективной депрессии макрофагов печени in vivo с помощью введения крысам хлористого гадолиния, обнаружено повреждающее действие хлористого гадолиния не только на макрофаги, но и на клетки печеночной паренхимы (электронно-микроскопические данные) (Hardonk M.J. et al., 1995). Обнаружено нарушение стабильности лизосом гепатоцитов и макрофагов (по увеличению свободной активности маркерных ферментов этих клеток - катепсина L и катепсина В соответственно) (Korolenko et al., 1997; Короленко Т.А., Свечникова И.Г., 1998). В нашей лаборатории обнаружено, что на ранних сроках депрессии макрофагов печени (2 и 5 ч) происходит увеличение активности маркерных ферментов лизосом макрофагов в сыворотке крови (активность -гексозаминидазы) (Safina et al., 1992).
Выявлено защитное действие хлористого гадолиния на модели воспаления, вызываемого зимозаном у крыс и мышей. Обнаружены лизосомотропные свойства хлористого гадолиния, которые, очевидно, представлены и у других лантаноидов – соединений лантана и иттрия. Модели с введением всех указанных соединений вызывают депрессию фагоцитоза частиц углерода макрофагами печени. (Короленко Т.А. с соавт., 2006).
Цель исследования:
Оценить биологическое действие новых водорастворимых β-(1→3)-D- гликанов как стимуляторов макрофагов и их эффект на лизосомы у интактных животных и при селективной депрессии макрофагов печени in vivo.
Для решения этой цели поставлены следующие задачи:
1. Изучить особенности стимуляции макрофагов хитокарбоксиметилгликаном в сравнении с карбоксиметилированным (1→3)-β – D-гликаном у интактных животных (состав клеток периферической крови и клеток костного мозга, ультраструктурные признаки стимуляции макрофагов печени, фагоцитоз коллоидного углерода, секреция ФНО-α и лизосомных ферментов).
2. Исследовать динамику накопления гадолиния в клетках печени при введении соединения мышам и оценить влияние этого соединения на активность ферментов и стабильность мембран лизосом клеток печени.
3. Изучить особенности стимуляции макрофагов печени хитокарбоксиметилгликаном и карбоксиметилированным β-(1→3)-D-гликаном на модели селективной депрессии макрофагов печени, вызываемой введением хлористого гадолиния.
4. Исследовать изменения активности лизосомных ферментов сыворотки крови (имеющих преимущественно макрофагальное происхождение) при совместном введении мышам β-(1→3)-D-гликанов и хлористого гадолиния.
Научная новизна
Впервые проведено сравнительное исследование биологической активности новой группы модификаторов биологического ответа – водорастворимых химически модифицированных β-(1→3)-D-гликанов как стимуляторов макрофагов. Показано, что гликаны увеличивали содержание лейкоцитов и моноцитов периферической крови мышей, увеличивали содержание клеток миелоидного ряда в костном мозге. Обнаружено, что исследованные гликаны оказывали защитное действие при депрессии макрофагов печени.
Динамика накопления гадолиния в клетках печени (длительное выведение в течение 37 дней) сопровождалось нарушением стабильности мембран лизосом (по свободной активности кислой фосфатазы), что
свидетельствует о наличии лизосомотропных свойств соединения. Максимальный захват и накопление гадолиния в течение 24-48 ч после введения с развитием депрессии фагоцитоза коллоидного углерода сопровождалось подавлением активности маркерного фермента макрофагов – хитотриозидазы.
Положения, выносимые на защиту:
1. Введение -1,3-D гликанов вызывает стимуляцию СМФ, увеличивает количество моноцитов периферической крови, миелоидных элементов в костном мозге мышей, увеличивает количество макрофагов печени и количество в них вторичных лизосом, повышает поглотительную способность макрофагов, повышает продукцию ФНО-α.
2. Предварительное введение -1,3-D-гликанов при введении хлористого гадолиния оказывает протективное действие, связанное с восстановлением числа макрофагов печени, активности их маркерного фермента хиториозидазы.
3. Усиление фагоцитоза при стимуляции -1,3-D-гликанами сопровождается увеличением числа макрофагов печении и вторичных лизосом, повышением секреции кислых гидролаз и маркерных ферментов макрофагов, что может быть одним из механизмов повышения неспецифической резистентности организма.
Научно-практическая ценность
Полученные данные могут служить основой для разработки применения новых водорастворимых иммуномодуляторов – модификаторов биологического ответа при коррекции иммунодепрессивных нарушений.
Изучена модель депрессии макрофагов печени, вызываемая с помощью введения мышам хлористого гадолиния (ХГ), используемая в экспериментальных исследованиях. Показано, что максимальное накопление гадолиния в клетках печени совпадает с периодом наиболее выраженной депрессии макрофагов (по фагоцитозу коллоидного углерода).
Апробация работы
Основные положения диссертации были доложены и обсуждены
на Молодежной научной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины», (Новосибирск, 2000);
на Рабочем совещании «Лизосомные болезни, модели, терапии»
(с международным участием) (Новосибирск, 2000); 9-м международном симпозиуме по сахаридам, Словакия, Братислава, 2000; международной конференции микроскопического общества Канады (Ванкувер, 2003); 13-м Рабочем совещании Европейской группы по изучению лизосомных болезней (Голландия, Вудсхотен, 2001); 14-м Рабочем совещании Европейской группы по изучению лизосомных болезней (Чехия, Подебрады, 2003); на V Сибирском физиологическом съезде (Томск, 2005); на Всероссийской научно-практической Конференции «Дни иммунологии в Сибири» (Красноярск, 2005); на I съезде терапевтов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 2005), межлабораторном семинаре ГУ НИИ физиологии СО РАМН (2006).
Публикации
По материалом диссертации опубликовано 16 работ, из них - 6 статей.
Объем и структура диссертации Материал диссертации изложен на 149 страницах машинописного текста, содержит разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы исследования, обсуждение, выводы, список литературы. Диссертация включает 22 рисунка и 11 таблиц. Список цитируемой литературы состоит из 298 источников, из них 54 отечественных и 244 зарубежных авторов.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Исследования проведены на 598 взрослых самцах мышей линии СВА, массой 20-25 г. (виварий Института цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск). Эксперименты на животных проводили в соответствии с «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (Приложение к приказу Министерства здравоохранения СССР от 12.08.1977 г. №755).
ХитоКМГ или КМГ (оба препарата производства Института химии Словацкой АН, Братислава, Словакия) вводили животным однократно, внутрибрюшинно или внутривенно, в дозе 25 мг/кг массы. Мышей забивали через 48 ч и 7 сут после введения препаратов, т.е. в период ожидаемой наибольшей функциональной активности СМФ. Контрольным животным соответственно, вводили внутрибрюшинно или внутривенно соответствующий объем физиологического раствора.
Определяли общее количество лейкоцитов в периферической крови и оценку леикограмм проводили согласно рекомендациям (Меньшиков В.В., 1987). Рассчитывали абсолютное количество отдельных видов лейкоцитов крови, индекс ядерного сдвига Шиллинга (ИЯС). Подсчет общего количества миелокариоцитов и приготовление мазка костного мозга для подсчета миелограмм проводили согласно рекомендациям Гольдберга Е.Д. с соавт. (1992) .
Общую поглотительную способность макрофагов in vivo определяли по способности очищать кровь от частиц коллоидного углерода по методу, предложенному Biozzy G. et. al. (1953) и Benaceraff B. et. al. (1957).
Модель селективного подавления поглотительной активности купферовских клеток in vivo воспроизводили с помощью хлористого гадолиния GdCl36H2O (любезно предоставлен профессором Хардонком, Нидерланды). Препарат вводили в/в в дозе 7,5 мг/кг однократно. Для исследования накопления ХГ в ткани печени, препарат вводили мышам однократно, внутривенно в хвостовую вену в дозе 7,5 мг/кг массы. Контрольным животным, вводили внутривенно соответствующий объем физиологического раствора.
Исследовали динамику накопления гадолиния методом эмиссионной спектрометрии с индуктивно-связанной плазмой (ОАО “Катализатор”, Новосибирск).
Изучение функциональных свойств лизосом печени мышей
Определение общей и свободной активности маркерных ферментов лизосом проводили по методу de Duve С. et al. (1963). Состояние мембран лизосом печени оценивали по соотношению свободной и общей активности кислой фосфатазы, маркерного фермента лизосом, и устойчивости мембран лизосом фракции лизосом печени к действию повреждающих агентов (гипотонического раствора сахарозы), используя в качестве субстрата использовали –глицерофосфат натрия (Wattiaux R., 1966).
Активность -галактозидазы определяли по методу Барретта (Barrett,1972), с использованием в качестве субстрата метилумбеллиферил--D-галактопиранозида (КФ 3.2.1.23).
Активность нового фермента лизосом макрофагов - хитотриозидазы - свидетельствующего об активации макрофагов, проводили согласно методу Guo et al. (1995), используя флуоресцентный субстрат 4-метилумбеллиферил-хитотриозид (Sigma, США, любезно предоставлен проф. Wevers R., Голландия).
Активность -глюкуронидазы определяли флюоресцентным метдом в сыворотке крови мышей (Barrett, 1981). Измеряли экстинцию раствора метилумбеллиферона, отщепленного в результате гидролиза от субстрата, 4-метилуббеллиферил--D-глюкуронида (Sigma, США).
Активность N-ацетил- - D-гексозаминидазы определяли флюоресцентным метдом в сыворотке крови мышей. Измеряли экстинцию раствора метилумбеллиферона, отщепленного в результате гидролиза субстрата, 4-метилуббеллиферил-2-ацетамида-2-диокси-- D- глюкопиранозида (Sigma, США).
ФНО-α определяли в супернатанте перитонеальных макрофагов мышей (СВА С57Bl/6) Fl через 7 суток после введения КМГ или ХитоКМГ (в/б, 25 мг/кг) (Flick D.A., Gifford G.E., 1984).
Электронномикроскопические исследования срезов печени мышей проводили по общепринятым методам.
Статистическую обработку результатов проводили с вычислением среднего арифметического (М) и ошибки среднего арифметического (m). Достоверность различий (p) экспериментальных данных рассчитывали с использованием t-критерия Стьюдента. (Лакин, 1990). Обработку результатов производили с использованием пакета компьютерных прикладных программ Statistica 5.0.
Результаты исследования и их обсуждение
При в/б введении КМГ и ХитоКМГ наблюдалась умеренная гепато- спленомегалия через 2 сут , а при в/в способе введения подобные изменения происходили раньше, через 1 сут. Достоверных отличий между между группами животных, которым ввели КМГ и ХитоКМГ не наблюдали. Увеличение массы органов произошли, видимо, за счет увеличения концентрации белка в этих органах, усиленного притока макрофагов в печень, а также усиления гемопоэза.
При в/б и в/в способах введения КМГ и ХитоКМГ вызывали сходные изменения в картине периферической крови: увеличивали общее количество лейкоцитов (в основном нейтрофилов) и повышали количество моноцитов, при в/в введении гликанов, вышеописанные изменения более выражены. Достоверных отличий между группами животных, которым в/б вводили КМГ и ХитоКМГ не наблюдали, но при в/в способе введения гликанов влияние ХитоКМГ было более значительно, общее количество лейкоцитов увеличилось (в 2,1 и 2,5 раза соответственно), и количество моноцитов возросло (в 1,3 и 1,5 раза соответственно).
Изменения в картине периферической крови, полученные нами, согласовываются с данными литературы, где было показано, что -1,3-D гликаны, стимулируют макрофаги, которые выделяют интерлейкины -1, -6, колониестимулируещие факторы, регулирующие гранулоцитопоэз в костном мозге. Введение зимозана растормаживало костномозговой гранулоцитомонопоэз так, что численность грануломоноцитарных колониеобразующих единиц костного мозга у мышей через 2 суток после введения этого гликана возрастала в 2,2 раза.
Нами показано, что повышение количества лейкоцитов в костном мозге при введение КМГ и ХитоКМГ было связано, преимущественно, с миелоидными элементами. Их количество было увеличено на протяжении всего периода наблюдения (1-14 сут). На 2-е сутки после введения КМГ абсолютное количество нейтрофильных лейкоцитов в костном мозге увеличивалось в 1,3 раза, а при введении ХитоКМГ – в 1,5 раза. Количество моноцитарных клеток в этот же период возросло в 2,1 и 2,5 раза соответственно. Возрос пул зрелых элементов (индекс созревания нейтрофилов снизился по сравнению с интактными), вероятно, ускорилось созревание клеток миелоидного ряда, и/или снизилась скорость выхода нейтрофильных лейкоцитов в периферическую кровь. (Табл. 1).
Таблица 1.
Влияние КМГ и ХитоКМГ (25 мг/кг, в/в) на клеточный состав
костного мозга бедренной кости мышей CBA/C57BL
Группы животных
|
Общее кол-во
Миелокариоцитов *
10 6/б
|
Общее кол-во
нейтрофилов
|
Пролиферирующие нейтрофилы
|
Индекс созревания
|
Эозинофилы
|
Моноциты
|
Лимфоциты
|
Контроль
|
21,8±1,29
|
8,22±0,56
|
2,73±0,3
|
3,01±0,28
|
1,25±0,07
|
0,51±0,01
|
2,01±0,12
|
КМГ 2 сут.
|
42,12±3,24*
|
10,92±0,47
|
4,79±0,06*
|
2,24±0,12
|
1,2±0,09
|
1,1±0,04*
|
2,4±0,39
|
КМГ 7 сут.
|
38,52±1,61*
|
10,75±0,29
|
4,56±0,42*
|
2,39±0,24
|
1,08±0,01
|
1,08±0,09*
|
2,2±0,21
|
ХитоКМГ 2 сут.
|
44,5±3,14*
|
12,73±0,98*
|
5,56±0,21*
|
2,09±0,51
|
1,28±0,03
|
1,28±0,12*
|
2,9±0,39
|
ХитоКМГ 7сут.
|
38,82±2,41*
|
12,57±0,74*
|
5,68±0,39*
|
2,21±0,17
|
1,09±0,05
|
1,09±0,08*
|
2,7±0,26
|
*P < 0,01 по сравнению с контролем. Число животных в контрольной группе – 10, в опытных – 8 - 10
Метод внутривенного введения чужеродных частиц – коллоидных частиц угля, латекса, меченные эритроциты и др. является одним из распространенных способов для оценки поглотительной способности СМФ и прежде всего, макрофагов печени). Стимуляция гликанами in vivo, приводила к увеличению клиренса углерода, что отражало усиление фагоцитарной активности макрофагов. Нами показано, что при в/б введении мышам КМГ в дозе 25 мг/кг массы поглотительная активность клеток печени повышена в 1,6 раза на 4 сут по сравнению с контрольной группой животных. Введение КМГ в/в в той же дозе вызывало более ранний и выраженный эффект на 1 сутки (в 1,8 раза по сравнению с в/б введением). ХитоКМГ (25 мг/кг) при в/б введении увеличивал клиренс углерода в 1,7 раза на 4 сутки по сравнением с контролем и при в/в введении оказывал более выраженную стимуляцию поглотительной способности клеток печени на 1 сутки (в 2 раза) по сравнению с контрольной группой животных. (Рис. 1).
Рисунок 1.
Стимуляция макрофагов КМГ и ХитоКМГ (25 мг/кг) in vivo
Клиренс углерода in vivo
* P <0,05 по сравнению с контролем
Число животных в каждой группе – 5
Таким образом, СМФ -1,3-D гликаны стимулируют СМФ и оказывают сходный эффект, активируя поглотительную способность макрофагов печени. Наиболее эффективым был в/в способ введения исследуемых соединений.
Влияние однократного в/в введения мышам КМГ и ХитоКМГ и зимозана на ФНО-α . Обнаружено, что исследуемые гликаны увеличивали выработку ФНО-α , причем, при одинаковых дозах ХитоКМГ в 1,7 раза больше, чем КМГ . ХитоКМГ в дозе 25 мг/кг повышал уровень ФНО-α как и Зимозан в дозе 50 мг/кг. (Табл. 2).
Таблица 2.
Влияние КМГ, ХитоКМГ (25 мг/кг, в/в), зимозана (50 мг/кг, в/в) на ФНО- α сыворотки мышей CBA/C57BL
Группы животных
|
ФНО-α, пг/мл
|
Контроль
|
333±50
|
КМГ 7сут, 25 мг/кг
|
831±42 *
|
ХитоКМГ 7 сут, 25 мг/кг
|
1427±102 * §
|
Зимозан 7 сут , 50 мг/кг
|
1560±160 *
|
* -p<0,01- по сравнению с контролем
§-p<0,05- по сравнению с серией КМГ -7 сут
Число животных в каждой группе – 5
При морфометрическом электронномикроскопическом исследовании обнаружены признаки стимуляции макрофагов печени в сравнении с контрольными животными. Обнаружено, что оба исследуемые соединения проявляли сходный эффект, увеличивая численную плотность синусоидальных клеток печени (преимущественно макрофагов), увеличивая численную плотность вторичных лизосом (в последнем случае более выражен эффект у КМГ). (Табл. 3).
Таблица 3.
Морфометрические показатели макрофагов печени
при воздействии ХитоКМГ и КМГ
Параметры
|
Контроль
|
КМГ-2 сут
|
КМГ-7 сут
|
ХитоКМГ-7 сут
|
Численная пл-ть макрофагов (на 1 мм2)
|
924.5±38.0
|
*
1412.5±92.0
|
* §
1782.8±57.3
|
* #
1407.0±48.5
|
S поперечного сечения цитоплазмы (мкм2)
|
33.5±3.4
|
*
48.03±5.11
|
42.74±3.66
|
37.36±3.74
|
Относительный объем первичных лизосом,%
|
3.8±0.5
|
*
1.05±0.14
|
*
1.19±0.08
|
*#
2.34±0.41
|
Относительный объем вторичных лизосом,%
|
6.1±1.3
|
*
19.51±2.72
|
*
16.43±1.66
|
#
7.05±1.45
|
Численная пл-сть первичных лизосом
(на 10 мкм2)
|
18.8±0.7
|
*
5.42±0.60
|
*
5.84±0.48
|
* #
7.42±0.64
|
Численная пл-сть вторичных лизосом
(на 10 мкм2)
|
1.7±0.3
|
*
9.73±1.13
|
*
7.18±0.74
|
* #
3.52±0.70
|
*-p<0,01 - по сравнению с контролем,
§ -p<0,05 - по сравнению с серией КМГ-2 сут,
# - p<0,05 - по сравнению с серией КМГ-7сут
Свободная активность кислой фосфатазы гомогената печени увеличена при воздействии хитокарбоксиметилглюкана и карбоксиметилглюкана (1 сут, 7 сут) в одинаковой степени, что свидетельствует о лабилизации лизосом вследствие преобладания вторичных лизосом в популяции частиц. (Рис.2).
Рисунок 2.
Свободная активность кислой фосфатазы
в гомогенате печени мышей CBA/C57BL при введении КМГ и ХитоКМГ
* P < 0,05 по сравнению с контролем
Число животных в каждой группе – 10
Свободная активность кислой фосфатазы выражена в процентах от общей активности
Синтез и секреция макрофагами фермента хитотриозидазы является одним из показателей биологической активности макрофагов.
Нами показано, что активность хитотриозидазы сыворотки крови повышена при воздействии обоих исследуемых соединений. (Табл. 4).
Таблица 4.
Активность хитотриозидазы сыворотки крови мышей при введении
КМГ и ХитоКМГ.
Группы животных
|
Активность, нмоль/мл в час
|
Контроль
|
386,9±30,4
|
КМГ, 2 сут
|
738,7±67,7 *
|
КМГ, 7 сут
|
833,5±103,6 *
|
ХитоКМГ, 2 сут
|
479,0±30,7 *
|
ХитоКМГ, 7 сут
|
588,4±78,0 *
|
* -p < 0,01-по сравнению с контролем
Число животных в группе 8-10
Полученные нами данные свидетельствуют о способности КМГ и ХитоКМГ стимулировать макрофаги печени, при этом измерение активности хитотриозидазы отражает стимуляцию макрофагов. Можно заключить, что оба препарата проявляют сходную биологическую активность, стимулируя макрофаги in vivo, и являются перспективными для разработки основ применения в клинической медицине.
В настоящее время ХГ широко используется в качестве модели селективной депрессии макрофагов печени. При внутривенном введении препарат селективно элиминирует субпопуляцию больших купферовских клеток, cнижает продукцию ТНФ- и ИЛ-1, увеличивает синтез ИЛ-6. ХГ ингибирует рецепторно-опосредованный эндоцитоз и фагоцитоз частиц углерода в макрофагах печени. Вероятно, накопление ХГ внутри лизосом происходит подобно другим лизосомотропным соединениям и вызывает лабилизацию частиц в результате внутрилизосомного накопления препарата. Недостаточно изученными остаются последствия накопления ХГ (после 24-48 ч) и не известно – в какой степени изменения лизосом связаны с накоплением ХГ. В связи с широким использованием ХГ в экспериментальной медицине (как селективного депрессора макрофагов печени) и клинической медицине последние годы (использование гадолиний-содержащих соединений при магнитно-ядерном резонансе) изучение клеточных механизмов действия ХГ и его последствий накопления являются важными.
В настоящей работе изучали динамику накопления ХГ в печени и его влияние на стабильность и повреждаемость лизосом (свободная активность кислой фосфатазы, при обработке в гипотонической среде), активность -N–ацетилгексозаминидазы (удельная активность фермента в макрофагах печени более значительна по сравнению с гепатоцитами) и -D–глюкуронидазы (легкосолюбилизируемый фермент лизосом клеток печени) в сыворотке крови мышей на разных сроках после введения препарата. Исследовали активность -D – галактозидазы сыворотки крови как наиболее ранний и чувствительный (по сравнению с определением активности АЛТ) показатель повреждения клеток печени. Подавление функциональной активности Купферовских клеток печени оценивали также по изменению активности в сыворотке крови нового фермента макрофагов – хитотриозидазы.
При определении захвата хлористого гадолиния клетками печени и концентрации в них препарата максимальные значения наблюдались через 60 минут после внутривенного введения ХГ, в течение суток эти показатели оставались на высоком уровне. Затем наблюдается постепенное снижение процента захвата ХГ клетками печени и соответственно концентрация гадолиния постепенно снижается (Рис.3). Это свидетельствует о быстром накоплении основной массы гадолиния в ткани печени, в дальнейшем оставшаяся часть ХГ поглощается, видимо, новыми макрофагами и медленно выводится (до 37 сут).
|
